Efecto de Manano-Oligosacáridos en el Crecimiento, Actividad de Enzimas Digestivas y Expresión de Genes Relacionados a la Mucosa Intestinal de Larvas de Pejelagarto Atractosteus tropicus
Palabras clave:
prebióticos; sistema digestivo; pejelagartoResumen
Los manano-oligosacáridos (MOS) son carbohidratos ramificados de cadena corta no digeribles compuestos por hasta 10 unidades de manosa unidas por enlaces α-(1,3) y α-(1,6), obtenidos de la levadura Saccharomyces cerevisiae y su uso en acuicultura está bien documentado. El objetivo fue probar si MOS suplementado en la dieta de larvas de pejelagarto influye en los parámetros de crecimiento, la actividad de las enzimas digestivas y la expresión de genes relacionados con la barrera intestinal, para fortalecer a los animales en esta etapa crítica. La ganancia de peso de las larvas disminuyó con 2 y 4 g Kg-1 de MOS. No se registraron diferencias de peso entre las larvas Control y las larvas alimentadas con 6 g Kg-1 MOS. La longitud total más alta se registró en las larvas alimentadas con 6 g Kg-1 MOS en comparación con las larvas control. Las larvas alimentadas con 2 y 4 g Kg-1 de MOS también aumentaron su longitud. No hubo diferencias significativas en la ganancia de peso absoluta y el factor de condición K que estuvieran relacionadas con la inclusión de MOS en las dietas. En la tasa de crecimiento específica se observó un incremento con el tratamiento con 6 g Kg-1 MOS. En cuanto la supervivencia, con los tratamientos 2 y 4 Kg-1 MOS, las larvas tuvieron una menor supervivencia. La Figura 2 muestra el efecto de MOS sobre la actividad de las enzimas digestivas. La actividad de tripsina (Fig. 2C) aumentó con la adición de MOS a las dietas en comparación con el control, pero la actividad de leucina aminopeptidasa solo aumentó con 6 g Kg-1 de MOS. La actividad de lipasa aumentó en las larvas alimentadas con 2 y 4 g Kg-1 de MOS. La actividad de α-amilasa fue mayor en las larvas alimentadas con 2 g Kg-1 de MOS y 4 g Kg-1 de MOS que en las larvas alimentadas con el control y 6 g Kg-1 MOS. La expresión de zo-2 fue mayor con el tratamiento 6 g Kg-1 de MOS. La abundancia de transcritos de cl-3 fue menor con 2 g Kg-1 de MOS, pero mayor con 6 g Kg-1 de MOS, y para muc-2, todas las concentraciones de MOS aumentaron la abundancia de transcritos, con resultados más altos usando 4 g Kg-1 de MOS. En este estudio, la incorporación de manano-oligosacáridos en el alimento para larvas de pejelagarto, tiene un efecto positivo, siendo la concentración de 6 g Kg-1 en donde se observaron los mejores resultados, por lo que incluir este prebiótico en las dietas para larvas es una buena opción para el cultivo de esta especie.
Descargas
Citas
Anson, M. L. (1938). The estimation of pepsin, trypsin, papain, and cathepsin with hemoglobin. The Journal of General Physiology, 22 (1): 79–89. https://doi.org/10.1085/jgp.22.1.79
Berg, G., Rybakova, D., Fischer, D., Cernava, T., Champomier Vergès, M. C., Charles, T., Chen, X., Cocolin, L., Eversole, K., Herrero Corral, G., Kazou, M., Kinkel, L., Lange, L., Lima, N., Loy, A., Macklin, J. A., Maguin, E., Maunchline, T., McClure, R., Mitter, B., Ryan, M., Sarand, I., Smidt, H., Schelkle, B., Roume, H., Seghal Kiran, G., Selvin, J., Soares Correa de Souza, R., van Overbeek, L., Singh, B. K., Wagner, M., Walsh, A., Sessitsch, A., Schloter, M. (2020). Microbiome definition re-visited: old concepts and new challenges. Microbiome, 8, 103. https://doi.org/10.1186/s40168-020-00875-0
Bradford, M.M., 1976. A rapid and sensitive method for the quantization of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72, 248–254. https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3
Findley, M. K., Koval, M. (2010) Regulation and roles for claudin-family tight junction proteins. IUBMB Life, 61, 431-437. https://doi.org/10.1002/iub.175
Frías-Quintana, C. A., Domínguez-Lorenzo, J., Álvarez-González, C. A., Tovar-Ramírez, D., Martínez-García, R. (2016). Using cornstarch in microparticulate diets for larvicultured tropical gar (Atractosteus tropicus). Fish Physiology and Biochemistry, 42, 517-528. https://doi.org/10.1007/s10695-015-0156-4
Gainza, O. & Romero, J. (2020) Effect of mannan oligosaccharides on the microbiota and productivity parameters of Litopenaeus vannamei shrimp under intensive cultivation in Ecuador. Scientific Reports, 10: 2719. https://doi.org/10.1038/s41598-020-59587-y
García-Carreño, F. L., Hernández-Cortés, M., & Haard, N. F. (1994). Enzymes with peptidase and proteinase activity from the digestive systems of a freshwater and a marine decapod. Journal of Agriculture and Food Chemistry, 42, 1456–1461.
Gibson, G. R., Hutkins, R., Sanders, M. E. Prescott, S. L., Reimer, R. A., Salminen, S. J., Scott, K., Stanton, C., Swanson, K. S., Cani, P. D., Verbeke, K., Reid, G. (2017). The International Scientific Association for Probiotics and Prebiotics (ISAPP) consensus statement on the definition and scope of prebiotics. Nature Reviews Gatroenterology & Hepatology, 14, 491-502. https://doi.org/10.1038/nrgastro.2017.75
González-Marisal, L., Miranda, J., Raya-Sandino, A., Domínguez-Calderón, A., Cuellar-Perez, F. (2017) ZO-2, a tight junction protein involved in gene expression, proliferation, apoptosis, and cell size regulation. Annals of the New York Academy of Sciences 1397, 35-53. https://doi.org/10.1111/nyas.13334
Grisdale-Helland, B., Helland, S. J., Gatlin III, D. M. (2008) The effects of dietary supplementation with mannanoligosaccharide, fructooligosaccharide or galactooligosaccharide on the growth and feed utilization of Atlantic salmon (Salmo salar). Aquaculture, 283: 163-167. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2008.07.012
Heazlewood, C., Cook, M., Eri, R., Price G., Tauro, S., Taupin, D., Thornton, D., Png, C., Crockford, T., Cornall, R., Adams, R., Kato, M., Nelms, K., Hong, N., Florin, T., Goodnow, C. & McGuckin, M. (2008). Aberrant mucin assembly in mice causes endoplasmic reticulum stress and spontaneous inflammation resembling ulcerative colitis. PLoS Medicine, 5(3), e54. https://doi.org/10.1371/journal.pmed.0050054
Jobling, M. (2016). Fish nutrition research: past, present and future. Aquaculture International, 24: 767-786. https://doi.org/10.1007/s10499-014-9875-2
Livak, K. J., & Schmittgen, T. D. (2001). Analysis of relative gene expression data using realtime quantitative PCR and the 2(−delta delta C(T)) method. Methods, 25(4), 402–408. https://doi.org/10.1006/meth.2001.1262
Maroux, S., Louvard, D., & Barath, J. (1973). The aminopeptidase from hog intestinal brush border. Biochimica Et Biophysica Acta (BBA)–Enzymology, 321(1), 282–295. https://doi.org/10.1016/0005-2744(73)90083-1
Méndez-Pérez, R., García-López, R., Bautista-López, J. S., Vázquez-Castellanos, J., Álvarez- González, C., Peña-Marín, E., Baltierra-Trejo, E., Adams-Schroeder, R., Domínguez-Rodríguez, V., Melgar-Valdés, C., Martínez-García, R., Moya, A., Gómez-Cruz, R. (2020). High-throughput sequencing of the 16S rRNA gene to analyze the gut microbiome in juvenile and adult tropical gar (Atractosteus tropicus). Latin American Journal of Aquatic Research, 48(3). https://doi.org/10.3856/vol48-issue3-fulltext-2419
Montalto, M., D’Onofrio F. D., Gallo, A., Cazzato, A., Gasbarrini, G. (2009) Intestinal microbiota and its functions. Digestive and Liver Disease Supplements, 3(2), 30-34. https://doi.org/10.1016/S1594-5804(09)60016-4
Mohammadian, T., Nasirpour, M., Tabandeh, M. R., Mesbah, M. (2019) Synbiotic effects of β-glucan, mannan oligosaccharide and Lactobacillus casei on growth performance, intestine enzymes activities, immunehematological parameters and immune-related gene expression in common carp, Cyprinus carpio: An experimental infection with Aeromonas hydrophila. Aquaculture, 511, 634197. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2019.06.011
Nájera-Arzola, I. C. Álvarez-González, C. A., Frías-Quintana, C. A., Peña, E., Martínez-García, R., Camarillo-Coop, S., Méndez-Marín, O., Gisbert, E. (2018). Evaluation of Mannan oligosaccharides (MOS) in balanced diets for tropical gar juveniles (Atractosteus tropicus). Hidrobiológica, 28(3), 239-246.
Nayak, S. K. (2010). Role of gastrointestinal microbiota in fish. Aquaculture Research, 41(11), 1553-1573. https://doi.org/10.1111/j.1365-2109.2010.02546.x
Nieves-Rodríguez, K., Álvarez-González, C., Peña-Marín, E., Vega-Villasante, F., Martínez-García, R. & Camarillo-Coop, S. (2018). Effect of β-Glucans in diets on growth, survival, digestive enzyme activity, and immune system and intestinal barrier gene expression for Tropical Gar (Atractosteus tropicus) juveniles. Fishes, 3(3), 27. https://doi.org/10.3390/fishes3030027
Pérez-Jiménez, G. M. (2020) Efecto del prebiótico fructooligosacárido (FOS) sobre la fiosología digestiva y barrera intestinal en larvas de pejelagarto (Atractosteus tropicus). Tesis de Maestría. División Académica de Ciencias Biológicas. Universidad Juárez Autónoma de Tabasco.
Ringø, E., Olsen, R. E., Gifstad, T. Ø., Dalmo, R. A., Amlund, H., Hemre, G.-I., Bakke, A. M. (2010). Prebiotics in aquaculture: a review. Aquaculture Nutrition, 16, 117-136. https://doi.org/10.1111/j.1365-2095.2009.00731.x
Robyt, J. F., & Whelan, W. (1968). Amylases. In J. A. Radley (Ed.), Starch and its derivates. London, UK: Chapman and Hall.
Salze, G., McLean, E., Schwarz, M. H., Craig, S. R. (2008) Dietary mannan oligosaccharide enhances salinity tolerance and gut development of larval cobia. Aquaculture 274, 148-152. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2007.11.008
Sepúlveda-Quiroz, C. A., Peña-Marín, E. S., Pérez-Morales, A., Martínez-García, R., Alvarez-Villagomez, C. S., Maytorena-Verdugo, C. I., Camarillo-Coop, S., Vissio, P. G, Pérez Sirkin, D., Tovar-Ramírez, D., Galaviz, M., Álvarez-González, C. A. (2020) Fructooligosaccharide supplementation in diets for tropical gar (Atractosteus tropicus) juvenile: Effects on morphophysiology and intestinal barrier function. Aquaculture Research, 00, 1-14. https://doi.org/10.1111/are.14867
Talpur, A. D., Munir M. B., Mary, A., Hashim, R. (2014) Dietary probiotics and prebiotics improved food acceptability, growth performance, haematology and immunological parameters and disease resistance against Aeromonas hydrophila in snakehead (Channa striata) fingerlings. Aquaculture, 426-427, 14-20. http://dx.doi.org/10.1016/j.aquaculture.2014.01.013
Torrecillas, S., Montero, D., Izquierdo, M. (2014) Improved health and growth of fish fed mannan oligosaccharides: Potential mode of action. Fish & Shellfish Immunology 36, 525-544. http://dx.doi.org/10.1016/j.fsi.2013.12.029
Versaw, W., Cuppett, S. L., Winters, D. D., & Williams, L. E. (1989). An improved colorimetric assay for bacterial lipase in nonfat dry milk. Journal of Food Science, 54(6), 232–254. https://doi.org/10.1111/j.1365-2621.1989.tb051 59.x
Walter, H. E. (1984). Proteinases: Methods with hemoglobin, casein and azocoll as substrates. In: Bergmeyer, H. U. (Ed.), Methods of Enzymatic Analysis Vol. 5 (pp. 270–277). Verlag Chemie. Weinheim, Germany
Ye, J.D., Wang, K., Li, F. D., Sun, Y. Z. (2011) Single or combined effects of fructo- and mannan oligosaccharide supplements and Bacillus clausii on the growth, body composition, digestive enzyme activity, innate immune response and lipid metabolism of the Japanese flounder Paralichthys olivaceus. Aquaculture Nutrition, 17:e902e11. https://doi.org/10.1111/j.1365-2095.2011.00863.x